凝膠制備方面

• 選擇合適的凝膠濃度：不同濃度的凝膠適用于分離不同分子量范圍的生物大分子。一般來說，分離較小分子量的蛋白質或核酸，需要使用較高濃度的凝膠；而分離較大分子量的物質，則適合用較低濃度的凝膠。例如，分離分子量較小的寡核苷酸，可選用 12% - 20% 的聚丙烯酰胺凝膠；分離分子量較大的基因組 DNA，常使用 0.7% - 1.0% 的瓊脂糖凝膠。

• 優(yōu)化凝膠聚合條件：凝膠聚合的均勻性對條帶分辨率至關重要。要確保聚合試劑的純度和活性，按照正確的比例配制凝膠溶液。在聚合過程中，溫度和時間要控制得當，通常在室溫下讓凝膠自然聚合，避免溫度過高或過低導致凝膠孔徑不均勻。同時，要注意避免凝膠中出現(xiàn)氣泡，因為氣泡會破壞凝膠的連續(xù)性，影響分子的遷移。

樣品處理方面

• 充分變性和分離：對于蛋白質樣品，在處理時要加入足夠的變性劑（如 SDS）和還原劑（如 β - 巰基乙醇），使蛋白質充分變性并打開二硫鍵，形成線性分子，以保證其在凝膠中按照分子量大小進行分離。對于核酸樣品，可通過加熱或加入變性劑等方法使其變性，防止形成二級結構或高級結構，影響電泳遷移率。

• 控制樣品濃度和體積：樣品濃度過高會導致條帶拖尾、分辨率降低，而過低則會使條帶信號微弱。因此，需要通過準確的定量方法確定合適的樣品濃度，一般蛋白質樣品的上樣濃度在 0.5 - 2 μg/μL，核酸樣品在 50 - 200 ng/μL 較為合適。同時，上樣體積也不宜過大，以免超過樣品槽的容量或使條帶過度擴散，一般不超過樣品槽體積的 2/3。

電泳過程控制方面

• 選擇合適的電泳緩沖液：不同的電泳體系需要使用相應的緩沖液，以維持穩(wěn)定的 pH 值和離子強度。例如，SDS - PAGE 電泳常用 Tris - 甘氨酸緩沖液，其 pH 值為 8.3 左右，能保證蛋白質在電泳過程中帶有穩(wěn)定的負電荷。緩沖液的離子強度也會影響電泳效果，離子強度過高會產生大量熱量，導致凝膠變形；過低則會使電泳速度減慢，條帶擴散。

• 優(yōu)化電泳參數：包括電壓、電流和電泳時間等。在電泳開始時，可以采用較低的電壓或電流，使樣品在凝膠中緩慢進入并分布均勻，然后再逐漸升高電壓或電流，以提高分離速度。但要注意避免電壓或電流過高，導致條帶變形或過熱。電泳時間要根據樣品的分子量大小和凝膠的長度來確定，一般來說，分子量較小的樣品需要較短的電泳時間，而分子量較大的樣品則需要較長的時間，以保證不同分子量的物質能夠充分分離。例如，在分離分子量為 10 - 100 kDa 的蛋白質時，通常在 100 - 150 V 的電壓下電泳 1 - 2 小時。

染色和檢測方面

• 選擇合適的染色方法：根據樣品的類型和檢測目的選擇合適的染色劑。例如，考馬斯亮藍染色法適用于蛋白質的常規(guī)檢測，靈敏度較高，能檢測到微克級的蛋白質；銀染法的靈敏度比考馬斯亮藍染色法更高，可檢測到納克級的蛋白質，但操作相對復雜，且成本較高。對于核酸的檢測，常用溴化乙錠（EB）染色，它能嵌入到核酸的雙鏈結構中，在紫外光下發(fā)出熒光，檢測靈敏度較高，但 EB 具有致癌性，使用時需注意安全。也可以選擇一些無毒的核酸染色劑，如 SYBR Green 等。

• 優(yōu)化染色和脫色條件：染色時間和溫度要適當，一般考馬斯亮藍染色需要將凝膠浸泡在染色液中 1 - 2 小時，在室溫下進行即可。染色后需要進行脫色處理，以去除背景顏色，使條帶更加清晰。脫色液通常為含有乙醇和乙酸的水溶液，脫色時間可能需要數小時甚至過夜，期間要更換幾次脫色液，直到背景顏色較淺，條帶清晰為止。對于銀染和 EB 染色等，也需要按照相應的操作規(guī)程進行染色和脫色處理，以獲得最佳的檢測效果。